Oligonukleotidsynthese

Oligonukleotidsynthese ist ein chemischer Prozess zur Herstellung kurzer Nukleinsäurestränge, typischerweise DNA oder RNA, in exakt definierter Sequenz. Solche Oligonukleotide dienen als Primer, Sonden, Werkzeuge in der Genomik, Diagnostik und in therapeutischen Ansätzen.

Der Standardansatz ist die Festphasensynthese mit Phosphoramidit-Chemie. Die Methode wurde in den frühen 1980er-Jahren von Beaucage und Caruthers entwickelt und ist heute automatisiert dominierend. Dabei wird der erste Nukleotidrest an einen festen Träger gebunden. In jedem Zyklus wird die 5'-Schutzgruppe entfernt, das nächste Nukleotidphosphoramidit durch Tetrazol-Aktivierung eingefügt, die Verbindung durch Oxidation stabilisiert, und ggf. ein Capping-Schritt durchgeführt, um fehlgeschlagene Kopplungen zu deaktivieren. Am Ende erfolgt Freisetzung aus dem Träger und vollständige Entkoppelung der Schutzgruppen.

Typische Längen liegen im Bereich von 15–100 Nukleotiden; längere Sequenzen sind möglich, erfordern aber spezielle Voraussetzungen. Die Kopplungseffizienz liegt gewöhnlich bei etwa 99% pro Schritt, wodurch die Gesamtausbeute mit jeder Position abnimmt. Nach der Synthese werden Schutzgruppen entfernt und das Oligonukleotid vom Träger freigesetzt; anschließend erfolgt Reinigung.

Modifikationen erhöhen Stabilität oder Funktion, z. B. phosphorothioat-Backbones, 2'-O-Methyl- oder Locked-Nucleic Acids, sowie Markierungen am 5'- oder 3'-Ende für Fluoreszenz oder Konjugation. Anwendungen reichen von Primern und Sonden über Antisense- und RNAi-Oligos bis zu DNA-Microarrays und diagnostischen bzw. therapeutischen Oligos.

Qualitätssicherung erfolgt durch HPLC oder PAGE, Massenspektrometrie und Sequenzvalidierung; Endprodukte werden typischerweise gereinigt und auf Sequenzintegrität geprüft.