PolymeraseKettenreaktionen

PolymeraseKettenreaktionen, häufig als PCR bezeichnet, ist eine zentrale Methode der Molekularbiologie zur gezielten Amplifikation einer DNA-Region. Sie ermöglicht die Herstellung vieler Kopien eines spezifischen DNA-Abschnitts aus einer geringen Ausgangsmenge, wodurch Analyse, Sequenzierung oder weitere Anwendungen erst sinnvoll werden. Das Verfahren nutzt eine hitzestabile DNA-Polymerase, zwei kurze Primer, Nukleotide und einen geeigneten Puffer. Über mehrere Temperaturzyklen lässt sich die Ziel-DNA exponentiell vervielfachen.

In der Praxis bestehen die Zyklen aus drei Schritten: Denaturierung bei hohen Temperaturen, sodass die DNA-Doppelhelix aufgetrennt wird; Primerbindung (Annealing) bei niedrigeren Temperaturen, damit sich die Primer an die Zielsequenz anheften; und Erweiterung (Extension) bei einer optimalen Temperatur, damit die Polymerase eine neue DNA-Strangkopie synthetisiert. Nach n Zyklen liegen theoretisch 2^n Kopien des Zielabschnitts vor. Typische Temperaturen liegen je nach Enzym und Primer bei etwa 94–98 °C (Denaturierung), 50–65 °C (Annealing) und 68–72 °C (Extension).

PCR wurde 1983 von Kary Mullis entwickelt, maßgeblich unterstützt durch die thermostabile Taq-Polymerase aus Thermus aquaticus; für diese Leistung erhielt Mullis 1993 den Nobelpreis. Varianten umfassen konventionelle PCR, Real-Time PCR (qPCR) zur Echtzeit-Quantifizierung, Reverse-Transkriptase-PCR (RT-PCR) für RNA-Z Templates, Multiplex- und Nested-PCR.

Anwendungen reichen von Diagnostik, klinischer Mikrobiologie, forensischer Analyse bis hin zu Klonierung, Sequenzierung und Genotypisierung. Wichtige Herausforderungen sind Kontaminationen, sorgfältiges Primer-Design, Genom-Fidelity und begrenzte Amplifikationslängen, wodurch geeignete Kontrollen und Laborstandards notwendig sind.